Regulacja ekspresji genów - Regulation of gene expression

Regulacja ekspresji genów przez receptor hormonalny
Schemat przedstawiający, na których etapach można kontrolować ekspresję szlaku DNA-mRNA-białko

Regulacja ekspresji genów lub regulacja genów obejmuje szeroki zakres mechanizmów, które są wykorzystywane przez komórki do zwiększania lub zmniejszania wytwarzania określonych produktów genów ( białka lub RNA ). Wyrafinowane programy ekspresji genów są szeroko obserwowane w biologii, na przykład w celu wyzwalania ścieżek rozwojowych, reagowania na bodźce środowiskowe lub adaptacji do nowych źródeł pożywienia. Praktycznie każdy etap ekspresji genów może być modulowany, od inicjacji transkrypcji , przez obróbkę RNA i po potranslacyjną modyfikację białka. Często jeden regulator genów kontroluje inny i tak dalej w sieci regulacji genów .

Regulacja genów jest niezbędna dla wirusów , prokariontów i eukariontów, ponieważ zwiększa wszechstronność i zdolności adaptacyjne organizmu , umożliwiając komórce ekspresję białka w razie potrzeby. Chociaż już w 1951 roku Barbara McClintock wykazała interakcję między dwoma genetycznymi loci, Aktywatorem ( Ac ) i Dysocjatorem ( Ds ), w kształtowaniu barwy nasion kukurydzy, to pierwsze odkrycie systemu regulacji genów jest powszechnie uważane za identyfikację w 1961 roku. od lac operonu , odkryty przez Francois Jacob i Jacques Monoda , w których niektóre enzymy biorące udział w laktozy metabolizmu są wyrażane przez E.coli tylko w obecności laktozy i bez glukozy.

W organizmach wielokomórkowych regulacja genów napędza różnicowanie komórek i morfogenezę w zarodku, prowadząc do powstania różnych typów komórek, które posiadają różne profile ekspresji genów z tej samej sekwencji genomu . Chociaż nie wyjaśnia to, w jaki sposób powstała regulacja genów, biolodzy ewolucyjni uwzględniają to jako częściowe wyjaśnienie działania ewolucji na poziomie molekularnym i ma kluczowe znaczenie dla nauki o ewolucyjnej biologii rozwojowej („evo-devo”).

Regulowane etapy ekspresji genów

Dowolny etap ekspresji genu może być modulowany, od etapu transkrypcji DNA-RNA do post-translacyjnej modyfikacji białka. Poniżej znajduje się lista etapów, w których ekspresja genów jest regulowana, najszerzej wykorzystywanym punktem jest inicjacja transkrypcji:

Modyfikacja DNA

Ogony histonowe i ich funkcja w tworzeniu chromatyny

U eukariontów dostępność dużych obszarów DNA może zależeć od jego struktury chromatyny , która może ulec zmianie w wyniku modyfikacji histonów kierowanych przez metylację DNA , ncRNA lub białko wiążące DNA . Stąd te modyfikacje mogą zwiększać lub zmniejszać ekspresję genu. Niektóre z tych modyfikacji regulujących ekspresję genów są dziedziczne i określane są jako regulacja epigenetyczna .

Strukturalny

Transkrypcja DNA jest podyktowana jego strukturą. Ogólnie gęstość upakowania wskazuje na częstotliwość transkrypcji. Za ilość superzwijania DNA odpowiadają oktamerowe kompleksy białkowe zwane histonami wraz z segmentem DNA owiniętym wokół ośmiu białek histonowych (razem nazywanych nukleosomami) , które mogą być czasowo modyfikowane poprzez takie procesy jak fosforylacja lub bardziej trwale modyfikowane przez procesy takie jak metylacja . Uważa się, że takie modyfikacje są odpowiedzialne za mniej lub bardziej trwałe zmiany w poziomach ekspresji genów.

Chemiczny

Metylacja DNA jest powszechną metodą wyciszania genów. DNA jest zazwyczaj metylowany przez enzymy metylotransferazy na nukleotydach cytozyny w sekwencji dinukleotydowej CpG (zwanej również „ wyspami CpG ”, gdy są gęsto skupione). Analizę wzorca metylacji w danym regionie DNA (który może być promotorem) można osiągnąć za pomocą metody zwanej mapowaniem wodorosiarczynowym. Metylowane reszty cytozyny pozostają niezmienione w wyniku leczenia, podczas gdy niemetylowane są zamieniane na uracyl. Różnice analizuje się przez sekwencjonowanie DNA lub metodami opracowanymi do ilościowego oznaczania SNP, takimi jak pirosekwencjonowanie ( Biotage ) lub MassArray ( Sequenom ), mierząc względne ilości C/T przy dinukleotydzie CG. Uważa się, że w onkogenezę biorą udział nieprawidłowe wzorce metylacji.

Acetylacja histonów jest również ważnym procesem w transkrypcji. Enzymy acetylotransferazy histonowej (HAT), takie jak białko wiążące CREB, również oddzielają DNA od kompleksu histonów, umożliwiając kontynuację transkrypcji. Często metylacja DNA i deacetylacja histonów współdziałają w wyciszeniu genów . Połączenie tych dwóch wydaje się być sygnałem do gęstszego upakowania DNA, co obniża ekspresję genów.

Regulacja transkrypcji

1 : Polimeraza RNA, 2 : Represor, 3 : Promotor, 4 : Operator, 5 : Laktoza, 6 : lacZ, 7 : lacY, 8 : lacA. Góra : Gen jest zasadniczo wyłączony. Nie ma laktozy, która hamowałaby represor, więc represor wiąże się z operatorem, co uniemożliwia polimerazie RNA wiązanie się z promotorem i wytwarzanie laktazy. Dół : gen jest włączony. Laktoza hamuje represor, umożliwiając polimerazie RNA wiązanie się z promotorem i ekspresję genów, które syntetyzują laktazę. W końcu laktaza strawi całą laktozę, dopóki nie będzie jej wiązać się z represorem. Represor zwiąże się wtedy z operatorem, zatrzymując produkcję laktazy.

Regulacja transkrypcji kontroluje zatem, kiedy zachodzi transkrypcja i ile RNA jest tworzone. Transkrypcja genu przez polimerazę RNA może być regulowana przez kilka mechanizmów. Czynniki swoistości zmieniają swoistość polimerazy RNA dla danego promotora lub zestawu promotorów, czyniąc go bardziej lub mniej prawdopodobnym do wiązania się z nimi (tj. czynniki sigma stosowane w transkrypcji prokariotycznej ). Represory wiążą się z Operatorem , kodując sekwencje na nici DNA, które znajdują się blisko lub nakładają się na region promotora, hamując postęp polimerazy RNA wzdłuż nici, utrudniając w ten sposób ekspresję genu. Obraz po prawej przedstawia regulację przez represor w operonie lac. Ogólne czynniki transkrypcyjne pozycjonują polimerazę RNA na początku sekwencji kodującej białko, a następnie uwalniają polimerazę w celu transkrypcji mRNA. Aktywatory wzmacniają interakcję pomiędzy polimerazą RNA a określonym promotorem , pobudzając ekspresję genu. Aktywatory robią to poprzez zwiększenie przyciągania polimerazy RNA do promotora, poprzez interakcje z podjednostkami polimerazy RNA lub pośrednio poprzez zmianę struktury DNA. Wzmacniacze to miejsca na helisie DNA, które są wiązane przez aktywatory w celu zapętlenia DNA, wprowadzając specyficzny promotor do kompleksu inicjacyjnego. Wzmacniacze są znacznie częstsze u eukariontów niż u prokariontów, gdzie istnieje tylko kilka przykładów (do tej pory). Tłumiki to regiony sekwencji DNA, które po związaniu przez określone czynniki transkrypcyjne mogą wyciszyć ekspresję genu.

Regulacja transkrypcji w raku

U kręgowców większość promotorów genów zawiera wyspę CpG z licznymi miejscami CpG . Kiedy wiele miejsc CpG promotora genu jest zmetylowanych, gen zostaje wyciszony. Raki jelita grubego zazwyczaj mają od 3 do 6 mutacji kierowcy i od 33 do 66 mutacji autostopowicza lub pasażera. Jednak wyciszanie transkrypcji może mieć większe znaczenie niż mutacja w powodowaniu progresji do raka. Na przykład w raku jelita grubego około 600 do 800 genów jest wyciszanych transkrypcyjnie przez metylację wyspy CpG (patrz regulacja transkrypcji w raku ). Represja transkrypcyjna w raku może również wystąpić przez inne mechanizmy epigenetyczne , takie jak zmieniona ekspresja mikroRNA . W raku piersi represja transkrypcji BRCA1 może występować częściej przez nadekspresję mikroRNA-182 niż przez hipermetylację promotora BRCA1 (patrz Niska ekspresja BRCA1 w rakach piersi i jajnika ).

Regulacja transkrypcji w uzależnieniu

Jedną z kardynalnych cech uzależnienia jest jego trwałość. Utrzymujące się zmiany behawioralne wydają się być spowodowane długotrwałymi zmianami, wynikającymi ze zmian epigenetycznych wpływających na ekspresję genów w określonych obszarach mózgu. Nadużywane narkotyki powodują trzy rodzaje zmian epigenetycznych w mózgu. Są to: (1) histonów acetylowanie i metylację histonów (2) metylacji DNA w miejscach CpG , oraz (3) epigenetyczne regulacja w dół lub regulacji w górę od mikroRNA . (Patrz Epigenetyka uzależnienia od kokainy, aby uzyskać więcej informacji.)

Przewlekłe przyjmowanie nikotyny u myszy zmienia kontrolę epigenetyczną komórek mózgowych nad ekspresją genów poprzez acetylację histonów . Zwiększa to ekspresję w mózgu białka FosB, ważnego w uzależnieniu. Uzależnienie od papierosów zostało również zbadane u około 16 000 ludzi, w tym nigdy nie palących, obecnych palaczy i tych, którzy rzucili palenie przez okres do 30 lat. W komórkach krwi ponad 18 000 miejsc CpG (z około 450 000 analizowanych miejsc CpG w genomie) często zmieniało metylację wśród obecnych palaczy. Te miejsca CpG występowały w ponad 7000 genów, czyli mniej więcej jednej trzeciej znanych genów ludzkich. Większość różnie zmetylowanych miejsc CpG powróciła do poziomu osób nigdy nie palących w ciągu pięciu lat od zaprzestania palenia. Jednak 2568 CpG wśród 942 genów pozostało w różnym stopniu zmetylowane u osób, które wcześniej paliły i nigdy nie paliły. Takie pozostałe zmiany epigenetyczne można postrzegać jako „blizny molekularne”, które mogą wpływać na ekspresję genów.

W modelach gryzoni nadużywane narkotyki, w tym kokaina, metamfetamina, alkohol i produkty związane z dymem tytoniowym, powodują uszkodzenia DNA w mózgu. Podczas naprawy uszkodzeń DNA niektóre pojedyncze zdarzenia naprawcze mogą zmieniać metylację DNA i/lub acetylację lub metylację histonów w miejscach uszkodzenia, a zatem mogą przyczyniać się do pozostawienia epigenetycznej blizny na chromatynie.

Takie blizny epigenetyczne prawdopodobnie przyczyniają się do trwałych zmian epigenetycznych występujących w uzależnieniu.

Regulacja transkrypcji w uczeniu się i pamięci

Metylacja DNA to dodanie grupy metylowej do DNA, które ma miejsce w cytozynie . Obraz przedstawia zasadę pojedynczego pierścienia cytozyny i grupę metylową dodaną do węgla 5. U ssaków metylacja DNA zachodzi prawie wyłącznie przy cytozynie, po której następuje guanina .

U ssaków metylacja cytozyny (patrz rysunek) w DNA jest głównym mediatorem regulacyjnym. Cytozyny metylowane występują głównie w sekwencjach dinukleotydowych, w których po cytozynie następuje guanina, miejsce CpG . Całkowita liczba miejsc CpG w ludzkim genomie wynosi około 28 milionów. i ogólnie około 70% wszystkich miejsc CpG ma metylowaną cytozynę.

Zidentyfikowane obszary ludzkiego mózgu biorą udział w tworzeniu pamięci.

U szczura bolesne doświadczenie uczenia się, kontekstowe warunkowanie strachu , może skutkować trwającym całe życie przerażającym wspomnieniem po jednym zdarzeniu treningowym. Metylacja cytozyny jest zmieniona w regionach promotorowych około 9,17% wszystkich genów w DNA neuronów hipokampu szczura, który został poddany krótkiemu doświadczeniu warunkowania strachem . Hipokamp jest gdzie nowe wspomnienia są początkowo przechowywane.

Metylacja CpG w regionie promotorowym genu hamuje transkrypcję, podczas gdy metylacja CpG w ciele genu zwiększa ekspresję. Enzymy TET odgrywają kluczową rolę w demetylacji metylowanych cytozyn. Demetylacja CpG w promotorze genu przez aktywność enzymu TET zwiększa transkrypcję genu.

Gdy u szczura stosuje się kontekstowe warunkowanie strachowe, w genomie neuronalnym hipokampa szczura występuje ponad 5000 regionów o zróżnicowanej metylacji (DMR) (po 500 nukleotydów każdy) zarówno godzinę, jak i 24 godziny po kondycjonowaniu w hipokampie. Powoduje to regulację w górę około 500 genów (często z powodu demetylacji miejsc CpG w regionie promotora) i regulację w dół około 1000 genów (często z powodu nowo utworzonej 5-metylocytozyny w miejscach CpG w regionie promotora). Wzorzec indukowanych i tłumionych genów w neuronach wydaje się dostarczać molekularnej podstawy do tworzenia pierwszej przemijającej pamięci tego zdarzenia treningowego w hipokampie mózgu szczura.

Regulacja potranskrypcyjna

Po transkrypcji DNA i utworzeniu mRNA musi istnieć jakiś rodzaj regulacji tego, jak bardzo mRNA jest tłumaczone na białka. Komórki robią to poprzez modulację czapeczki, splicingu, dodania ogona poli(A), szybkości eksportu jądrowego specyficznej dla sekwencji oraz, w kilku kontekstach, sekwestracji transkryptu RNA. Procesy te zachodzą u eukariontów, ale nie u prokariontów. Ta modulacja jest wynikiem białka lub transkryptu, które z kolei są regulowane i mogą mieć powinowactwo do pewnych sekwencji.

Trzy główne nieulegające translacji regiony i mikroRNA

Trzy główne nieulegające translacji regiony (3'-UTR) informacyjnego RNA (mRNA) często zawierają sekwencje regulatorowe, które po transkrypcji wpływają na ekspresję genów. Takie 3'-UTR często zawierają zarówno miejsca wiązania mikroRNA (miRNA), jak i białek regulatorowych. Wiążąc się ze specyficznymi miejscami w obrębie 3'-UTR, miRNA mogą zmniejszać ekspresję genów różnych mRNA poprzez hamowanie translacji lub bezpośrednie powodowanie degradacji transkryptu. 3'-UTR może również mieć regiony tłumiące, które wiążą białka represorowe, które hamują ekspresję mRNA.

3'-UTR często zawiera elementy odpowiedzi miRNA (MRE) . MRE to sekwencje, z którymi wiążą się miRNA. Są to dominujące motywy w 3'-UTR. Spośród wszystkich motywów regulatorowych w obrębie 3'-UTR (np. obejmujących regiony tłumiące), MRE stanowią około połowę motywów.

Od 2014 r. strona internetowa miRBase , archiwum sekwencji i adnotacji miRNA , zawierała 28 645 wpisów w 233 gatunkach biologicznych. Spośród nich 1881 miRNA znajdowało się w oznaczonych ludzkich loci miRNA. Przewidywano, że miRNA mają średnio około czterystu docelowych mRNA (wpływających na ekspresję kilkuset genów). Freidman i in. szacują, że >45 000 miejsc docelowych miRNA w ludzkich 3'-UTR mRNA jest konserwowanych powyżej poziomów tła, a >60% genów kodujących ludzkie białka znajduje się pod presją selekcyjną, aby utrzymać parowanie z miRNA.

Bezpośrednie eksperymenty pokazują, że pojedynczy miRNA może zmniejszyć stabilność setek unikalnych mRNA. Inne eksperymenty pokazują, że pojedyncze miRNA może hamować produkcję setek białek, ale ta represja często jest stosunkowo łagodna (mniej niż 2-krotna).

Skutki dysregulacji ekspresji genów miRNA wydają się istotne w przypadku raka. Na przykład w przypadku nowotworów przewodu pokarmowego w artykule z 2015 r. zidentyfikowano dziewięć miRNA jako zmienionych epigenetycznie i skutecznych w zmniejszaniu aktywności enzymów naprawczych DNA.

Skutki rozregulowania ekspresji genów miRNA wydają się być również istotne w zaburzeniach neuropsychiatrycznych, takich jak schizofrenia , choroba afektywna dwubiegunowa , duże zaburzenie depresyjne , choroba Parkinsona , choroba Alzheimera i zaburzenia ze spektrum autyzmu .

Regulamin tłumaczenia

Translacja mRNA może być również kontrolowana przez szereg mechanizmów, głównie na poziomie inicjacji. Rekrutacja małej podjednostki rybosomalnej może być rzeczywiście modulowana przez drugorzędową strukturę mRNA, wiązanie antysensownego RNA lub wiązanie białka. Zarówno u prokariontów, jak i eukariotów istnieje duża liczba białek wiążących RNA, które często są kierowane do swojej sekwencji docelowej przez drugorzędową strukturę transkryptu, która może się zmieniać w zależności od pewnych warunków, takich jak temperatura lub obecność liganda (aptameru). . Niektóre transkrypty działają jak rybozymy i samoregulują swoją ekspresję.

Przykłady regulacji genów

  • Indukcja enzymatyczna to proces, w którym cząsteczka (np. lek) indukuje (tj. inicjuje lub wzmacnia) ekspresję enzymu.
  • Indukcja białek szoku cieplnego u muszki owocowej Drosophila melanogaster .
  • Lac operon jest ciekawym przykładem tego, jak ekspresja genu może być regulowana.
  • Wirusy, mimo że posiadają tylko kilka genów, posiadają mechanizmy regulujące ich ekspresję genów, zazwyczaj we wczesnej i późnej fazie, za pomocą układów kolinearnych regulowanych przez antyterminatory ( fagi lambda ) lub modulatory splicingu ( HIV ).
  • Gal4 jest aktywatorem transkrypcji, który kontroluje ekspresję GAL1, GAL7 i GAL10 (z których wszystkie kodują metabolizm galaktozy w drożdżach). System GAL4/UAS został wykorzystany w różnych organizmach z różnych typów do badania ekspresji genów.

Biologia rozwoju

Duża liczba przebadanych układów regulacyjnych pochodzi z biologii rozwojowej . Przykłady obejmują:

  • Współliniowość klastra genów Hox z ich zagnieżdżonym wzorem przednio-tylnym
  • Generowanie wzorca ręki (palce - międzypalce): gradient sonicznego jeża (wydzielany czynnik indukujący) ze strefy aktywności polaryzacyjnej w kończynie, który tworzy gradient aktywnego Gli3, który aktywuje Gremlin, który hamuje BMP również wydzielane w kończyny, powoduje powstawanie naprzemiennego wzorca aktywności w wyniku tego układu reakcyjno-dyfuzyjnego .
  • Somitogeneza to tworzenie segmentów (somitów) z jednolitej tkanki (Mezoderma Presomityczna ). Tworzą się sekwencyjnie od przodu do tyłu. Osiąga się to w przypadku owodni prawdopodobnie za pomocą dwóch przeciwstawnych gradientów, kwasu retinowego w przedniej części (front fali) oraz Wnt i Fgf w tylnej, w połączeniu z oscylującym wzorcem (zegar segmentacji) złożonym z FGF + Notch i Wnt w przeciwfazie.
  • Określanie płci w somie Drosophila wymaga wyczuwania stosunku genów autosomalnych do genów zakodowanych w chromosomie płci , co skutkuje wytwarzaniem bezpłciowego czynnika splicingowego u samic, co skutkuje żeńską izoformą podwójnej płci.

Obwody

Regulacja w górę i w dół

Regulacja w górę to proces zachodzący w komórce wywołany sygnałem (pochodzącym z wnętrza lub z zewnątrz komórki), który powoduje zwiększoną ekspresję jednego lub więcej genów, a w rezultacie białek kodowanych przez te geny. Odwrotnie, regulacja w dół jest procesem prowadzącym do zmniejszenia ekspresji genu i odpowiadającego mu białka.

  • Regulacja w górę występuje, na przykład, gdy komórka ma niedobór pewnego rodzaju receptora. W tym przypadku więcej białek receptorowych jest syntetyzowanych i transportowanych do błony komórkowej, a tym samym wrażliwość komórki zostaje przywrócona do normy, przywracając homeostazę .
  • Regulacja w dół występuje, na przykład, gdy komórka jest nadmiernie stymulowana przez neuroprzekaźnik , hormon lub lek przez dłuższy czas, a ekspresja białka receptora jest zmniejszona w celu ochrony komórki (patrz również tachyfilaksja ).

Systemy indukowane a systemy represyjne

Regulację genów można podsumować odpowiedzią odpowiedniego systemu:

  • Systemy indukowalne — system indukowalny jest wyłączony, chyba że występuje jakaś cząsteczka (nazywana induktorem), która umożliwia ekspresję genów. Mówi się, że cząsteczka „indukuje ekspresję”. Sposób, w jaki to się dzieje, zależy od mechanizmów kontrolnych oraz różnic między komórkami prokariotycznymi i eukariotycznymi.
  • Systemy tłumione — system tłumiony jest włączony, z wyjątkiem obecności pewnej cząsteczki (zwanej korepresorem), która tłumi ekspresję genów. Mówi się, że cząsteczka „tłumi ekspresję”. Sposób, w jaki to się dzieje, zależy od mechanizmów kontrolnych oraz różnic między komórkami prokariotycznymi i eukariotycznymi.

System GAL4/UAS jest przykładem systemu zarówno indukowalnego, jak i represyjnego. Gal4 wiąże się z sekwencją aktywacyjną w górę (UAS), aby aktywować transkrypcję kasety GAL1/GAL7/GAL10. Z drugiej strony, odpowiedź MIG1 na obecność glukozy może hamować GAL4, a zatem zatrzymać ekspresję kasety GAL1/GAL7/GAL10.

Obwody teoretyczne

  • Represor/Induktor: aktywacja czujnika powoduje zmianę ekspresji genu
  • negatywne sprzężenie zwrotne: produkt genowy bezpośrednio lub pośrednio reguluje w dół własną produkcję, co może skutkować:
    • utrzymywanie poziomów transkrypcji na stałym/proporcjonalnym stosunku do czynnika
    • hamowanie niekontrolowanych reakcji w połączeniu z pętlą dodatniego sprzężenia zwrotnego
    • tworzenie oscylatora poprzez wykorzystanie opóźnienia czasowego transkrypcji i translacji, biorąc pod uwagę, że okres półtrwania mRNA i białka jest krótszy
  • pozytywne sprzężenie zwrotne: produkt genowy bezpośrednio lub pośrednio reguluje w górę własną produkcję, co może skutkować
    • wzmocnienie sygnału
    • przełączniki bistabilne, gdy dwa geny hamują się nawzajem i oba mają pozytywne sprzężenie zwrotne
    • generowanie wzorców

Metody badania

Ogólnie rzecz biorąc, większość eksperymentów badających ekspresję różnicową wykorzystywała ekstrakty RNA z całych komórek, zwane poziomami w stanie stacjonarnym, w celu określenia, które geny uległy zmianie iw jakim stopniu. Nie dostarczają one jednak informacji o tym, gdzie nastąpiła regulacja i mogą maskować sprzeczne procesy regulacyjne ( patrz regulacja potranskrypcyjna ), ale nadal jest najczęściej analizowana ( ilościowa PCR i mikromacierz DNA ).

Podczas badania ekspresji genów istnieje kilka metod pozwalających przyjrzeć się różnym etapom. U eukariontów są to:

  • Lokalne środowisko chromatyny regionu może być określona przez chipsa wiórów analizę poprzez pociągnięcie w dół RNA polimerazy II , histonowej 3 modyfikacji, białka Trithorax-grupy , białka Polycomb-grupy , lub dowolnego innego elementu wiążącego DNA, z którym przeciwciało dobrze dostępnej .
  • Oddziaływania epistatyczne można badać za pomocą syntetycznej analizy macierzy genetycznej
  • Ze względu na regulację potranskrypcyjną, szybkości transkrypcji i całkowity poziom RNA różnią się znacznie. Aby zmierzyć szybkość transkrypcji , można przeprowadzić testy jądrowe i opracowywane są nowsze, wysokowydajne metody, wykorzystujące znakowanie tiolami zamiast radioaktywności .
  • Tylko 5% RNA spolimeryzowanego w jądrze wychodzi, a nie tylko introny, nieudane produkty i niesensowne transkrypty ulegają degradacji. Dlatego różnice w poziomach jądrowych i cytoplazmatycznych można zobaczyć, rozdzielając dwie frakcje przez delikatną lizę.
  • Splicing alternatywny można analizować za pomocą tablicy splicingowej lub tablicy kafelkowej ( patrz mikromacierz DNA ).
  • Cały RNA in vivo jest skompleksowany jako RNP . Ilość transkryptów związanych z określonym białkiem można również analizować za pomocą RIP-Chip . Na przykład DCP2 będzie wskazywać na sekwestrację białka; związane z rybosomami dają i wskazują transkrypty aktywne w transkrypcji (chociaż bardziej przestarzała metoda, zwana frakcjonowaniem polisomów , jest nadal popularna w niektórych laboratoriach)
  • Poziomy białka można analizować za pomocą spektrometrii masowej , którą można porównać tylko z ilościowymi danymi PCR , ponieważ dane z mikromacierzy są względne, a nie bezwzględne.
  • Szybkości degradacji RNA i białek mierzy się odpowiednio za pomocą inhibitorów transkrypcji ( aktynomycyna D lub α-amanityna ) lub inhibitorów translacji ( cykloheksymid ).

Zobacz też

Uwagi i referencje

Bibliografia

Zewnętrzne linki